ÁREA: Materiais

TÍTULO: IMOBILIZAÇÃO DE PEROXIDASE DE SOLANUM LYCOCARPUM ST. HILL. (SOLANACEAE) EM COMPÓSITOS PAni/Sty-DVB

AUTORES: MARTINS, F. F. (UEG) ; SILVA, R. S. (UEG) ; LOBO, T. M. (UFG) ; SILVA, V. J. (UEG) ; CARAMORI, S. S. (UEG) ; RABELO, D. (UFG)

RESUMO: O presente trabalho estudou a preparação de compósitos de PAni/Sty-DVB em presença de HNO3 e HCl e seus empregos na imobilização de peroxidase. Para a imobilização, foram feitos testes de pH e tempo ótimos de imobilização e de reutilização da peroxidase imobilizada. O copolímero e os compósitos foram caracterizados por FTIR. Os compósitos PAni/Sty-DVB apresentaram características adequadas para a imobilização da peroxidase em sua estrutura, a qual apresentou uma atividade maior do que a peroxidase livre. O tempo de imobilização da peroxidase foi 30 minutos e sua possibilidade de reutilização foi de até 10 vezes, sem redução considerável de sua atividade, mostrando ser, a imobilização, um fator econômico chave para a solução dos problemas de alto custo da utilização de enzimas.

PALAVRAS CHAVES: compósitos pani/sty-dvb, imobilização, peroxidase

INTRODUÇÃO: As peroxidases têm sido objeto de numerosos estudos, incluindo o desenvolvimento de biossensores (RAZOLA et al., 2002), diagnóstico clínico (KASAI, et al., 2002), biorremediação (GONZÁLEZ et al., 2006) e remoção de fenol e de compostos fenólicos (DALAL & GUPTA, 2007). Entretanto, características como instabilidade quando removidas do seu ambiente natural e elevado custo de isolamento e purificação, apresentadas pelas peroxidases, apresentam-se como fatores desencorajadores para o seu uso extensivo, especialmente em processos industriais. Uma das tentativas para solucionar tal problema é a imobilização das peroxidases em suportes poliméricos insolúveis em água. Muitos suportes poliméricos, naturais e sintéticos, têm sido empregados nestes estudos, incluindo pérolas naturais de quitina e quitosana (NAKA et al., 1998), poliestireno (BRYAN et al., 2002), polianilina (FERNANDES et al., 2004), politereftalato de etileno (KILLARD et al., 1999) e compósitos (CARAMORI & FERNANDES, 2004). Recentemente, foi estudado a incorporação de polianilina (PAni) em copolímeros estireno-divinilbenzeno (Sty-DVB) em presença dos ácidos nítrico (HNO3) e clorídrico (HCl), em diferentes concentrações, obtendo resultados satisfatórios para ambos os sistemas (LOBO, 2005). Desta forma, a polianilina suportada em copolímero estireno-divinilbenzeno (PAni/Sty-DVB) surge como uma alternativa viável para a imobilização da peroxidase em sua superfície porosa. Neste contexto, o presente trabalho tem por objetivo preparar o compósito PAni/Sty-DVB em presença de HNO3 e HCl, por meio da polimerização oxidativa da polianilina, para emprego na imobilização de peroxidase, extraída da Lobeira (S. lycocarpum St. Hill), em presença de poliglutaraldeído.

MATERIAL E MÉTODOS: O copolímero Sty-DVB e os compósitos de PAni/Sty-DVB foram preparados de acordo com a metodologia proposta por (LOBO, 2005). A ativação dos compósitos foi feita por meio da ligação com poliglutaraldeído, segundo modificação da metodologia adotada por (OLSSON & ÖGREN, 1983). A reação se processou adicionando-se a cada um dos compósitos uma solução 2,5% (v/v) de poliglutaraldeído preparada em tampão fosfato de sódio 0,05 mol.L-1, em pH 6,0 na proporção de 15 mL de poliglutaraldeído para 0,2 g dos compósitos. A mistura foi deixada em reação por 2 h sob agitação, quando foi feita a separação dos compósitos ativados da mistura reacional por meio de filtração a vácuo, acompanhada de lavagem com a solução tampão, até remoção do excesso de poliglutaraldeído. A reação de imobilização da peroxidase foi realizada adicionando-se ao extrato da peroxidase, previamente preparado, 3,0 mg de cada um dos compósitos ativados, deixando-se a mistura reagir por 30 minutos a 4 ºC. Após este intervalo de tempo, fez-se a separação do extrato da peroxidase e dos compósitos por filtração a vácuo, seguida de lavagem dos mesmos com a solução tampão e com solução de NaCl 1,0 mol.L-1. Os compostos obtidos nesta etapa, foram designados por PAni/Sty-DVB-POD (HCl) e PAni/Sty-DVB-POD (HNO3). Os testes de atividade da peroxidase imobilizada foram realizados conforme a metodologia de (HALPIN et al., 1989). Os parâmetros de imobilização, tais como tempo e pH ótimos de imobilização e reutilização da peroxidase imobilizada, foram avaliados e comparados com os resultados de uma amostra contendo a enzima livre. A caracterização qualitativa de grupos funcionais, característicos do copolímero e dos compósitos foi realizada por espectrometria de absorção na região do infravermelho.

RESULTADOS E DISCUSSÃO: Os compósitos sintetizados via polimerização oxidativa da anilina na presença de HNO3 e HCl, apresentaram características adequadas para a imobilização da peroxidase em sua estrutura. Entretanto, a formação da PAni foi mais rápida na presença de HCl do que na de HNO3, indicando que a velocidade de polimerização depende do tipo de ácido utilizado na síntese da PAni. Os espectros de FTIR do copolímero Sty-DVB e dos compósitos PAni/Sty-DVB (HNO3) e PAni/Sty-DVB (HCl) apresentaram bandas características do copolímero Sty-DVB e da PAni, indicando a presença da mesma nos compósitos. Os resultados obtidos para o tempo de imobilização sugerem que 30 minutos são suficientes e que intervalos de tempo maiores que este, podem ocasionar perda de eficiência no processo (TREVAN, 1980). Os testes de pH ótimo de imobilização mostraram comportamento similar ao obtido para a enzima livre. Entretanto, em pH 4,5 a enzima imobilizada apresentou desempenho superior ao da enzima livre, mas em pH 5,0 a enzima imobilizada apresentou um desempenho inferior. Contudo, pode-se constatar que, assim como para a enzima livre, o valor do pH ótimo de imobilização foi 7,0. Os resultados obtidos na reutilização dos compósitos contendo a peroxidase imobilizada mostraram bastante satisfatórios, pois a atividade da peroxidase manteve-se praticamente constante nas primeiras 10 reutilizações. Isto é sinal de uma forte ligação enzima-suporte. Foi observado também que os compostos PAni/Sty-DVB-POD (HCl) apresentam uma maior estabilidade em relação aos compostos PAni/Sty-DVB-POD (HNO3). Por outro lado, este comportamento é compensado pela melhor eficiência do composto PAni/Sty-DVB-POD (HNO3).

CONCLUSÕES: Os compósitos apresentaram características ideais para a imobilização da peroxidase em sua estrutura, pois quando imobilizada apresentou uma atividade maior que quando livre. O tempo ótimo de imobilização nos compósitos foi de 30 minutos. A reutilização da peroxidase imobilizada nos compósitos mostrou ser um fator econômico chave para a solução do problema de alto custo inicial. Isto é importante para enzimas imobilizadas, pois a reciclagem do catalisador, a manutenção da atividade e a estabilidade da ligação suporte-enzima são essenciais para o desenvolvimento de novos catalisadores.

AGRADECIMENTOS: Os Autores agradecem a FAPEG, o Instituto de Química da UFG pelas análises e a Nitriflex pela doação dos monômeros.

REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICA: BRYAN M. C., PLETTENBURG O., SEARS P., RABUKA D., WACOWICH-SGARBI S., WONG C., Saccharide display on microtiter plates. Chem Biol ; 9, 713-720, 2002.
CARAMORI, S. S., FERNANDES, K. F. Covalent immobilisation of horseradish peroxidase onto poly(ethylene terephthalate)–poly(aniline) composite, Process Biochemistry, 39, 883-888, 2004.
DALAL, S., GUPTA, M. N. Treatment of phenolic wastewater by horseradish peroxidase immobilized by bioaffinity layering. Chemosphere, 67, 741-747, 2007.
FERNANDES K. F., C. S. LIMA, F. M. LOPES, C. H. COLLINS. Properties of horseradish peroxidase immobilised onto polyaniline. Process Biochemistry, 39, 957-962, 2004.
GONZÁLEZ, P. S., CAPOZUCCA, C. E., TIGIER, H. A., MILRAD, S. R., AGOSTINI, E. Phytoremediation of phenol from wastewater, by peroxidases of tomato hairy root cultures Enzyme and Microbial Technology, 39, 647-653, 2006.
HALPIN, B., PRESSEY, R., JEN, J., MONDY, N. Purification and Characterization of Peroxidase Isoenzymes from Green Peas (Pisum sativum). Journal of Food Science, 54, 644-649, 1989.
KASAI S., HIRANO Y., MOTOCHI N., SHIKU H., NISHIZAWA M., MATSUE T. Simultaneous detection of uric acid and glucose on a dual-enzyme chip using scanning electrochemical microscopy/scanning chemiluminescence microscopy. Anal Chim Acta; 458: 263-270, 2002.
KILLARD A. J., ZHANG S., ZHAO H., JOHN R., IWUOHA E. I., SMYTH M. R. Development of an electrochemical flow injection immunoassay (FIIA) for the real-time monitoring of biospecific interactions. Anal Chim Acta, 400, 109-19, 1999.
LOBO, T. M.; Preparação de Compósitos de Polianilina/Copolímero Estireno-Divinilbenzeno. Goiânia: UFG, 2005. Dissertação (Mestrado em Química) Instituto de Química, Universidade Federal de Goiás, 2005.
NAKA K., YAMASHITA R., NAKAMURA T. Chitin-graft-poly (2-methyl-2-oxazoline) enhanced solubility and activity of catalase in organic solvent. Int J Biol Macromol ; 23: 259-262, 1998.
OLSSON, B.,ÖGREN, L. Optimization of Peroxidase Immobilization and of Design of Packed-Bed Enzyme Reactors for Flow Injection Analysis. Anal. Chem. Acta, 145, 87-99, 1983.
RAZOLA S. S., RUIZ B. L., DIEZ N. M., MARK JR. H. B., KAUFFMANN J. M. Hydrogen peroxide sensitive amperometric biosensor based on horseradish peroxidase entrapped in a polypyrrole electrode. Biosens Bioelectron, 17, 921-928, 2002.
TREVAN, M. D. Immobilized Enzymes – An Introduction and Applications in Biotechnology New York: John Wiley & Sons, 1980.